Introdução


Desde os primeiros relatos de sua ocorrência no Brasil (Arnz e Hafez, 1995), o Pneumovírus Aviário tem sido motivo de constante preocupação para a indústria avícola. A enfermidade, também conhecida como Rinotraqueíte dos perus (TRT) ou Síndrome da Cabeça Inchada das galinhas (SHS), é cada vez mais prevalente em todas as principais regiões produtoras do país, causando elevadas perdas de produtividade e aumento dos custos com medicação.

 

    Conhecendo o Pneumovírus Aviário


Pneumovírus Aviário
O PVA afeta o sistema respiratório de frangos de corte, perus, matrizes pesadas e poedeiras comerciais. A principal forma de transmissão da doença é horizontal, através do contato direto de aves sadias com aves infectadas. Muco, secreções nasais e aerossóis parecem ser os meios de disseminação do agente.
Até o momento, não existem evidências de transmissão vertical do vírus.

PVAO PVA (figura 1) coloniza o trato respiratório superior, infectando as células ciliadas que revestem a mucosa dos condutos nasais, laringe e traquéia. A replicação intensa do vírus nestes tecidos provoca a parada dos movimentos ciliares (ciliostase), seguida de dificuldade de remoção do muco, que se acumula nas passagens e cavidades respiratórias (figura 2).



Microscopicamente, ocorre um aumento da atividade glandular, e infiltração mononuclear na submucosa.
Por conseqüência, a infecção primária favorece a invasão de agentes secundários que provocam a manifestação de diversos sinais clínicos, cuja intensidade está diretamente relacionada à patogenicidade dos agentes envolvidos.

Os sintomas observados mais freqüentemente são: espirros, tosse, estertores, conjuntivite (figura 3), lacrimejamento, inchaço do seio infraorbital e descargas nasais (figura 4), edema submandibular, sonolência e depressão.

Em frangos de corte, os sinais clínicos normalmente surgem entre 3 e 6 semanas de idade, com curso de 2 a 3 semanas. A taxa de mortalidade varia entre 1% e 5%, podendo atingir 30% em casos severos.

conjuntivite                  edema submandibular

Na Síndrome da Cabeça Inchada (figura 5), sintomas nervosos transitórios como torcicolo, opistotono (figura 6), movimentos involuntários da cabeça, tremores ou desorientação ocorrem em um percentual significativo das aves do plante.

Estes episódios podem ser causados por inflamação do ouvido médio ou edema de estruturas encefálicas, e manifestam-se desacompanhados de lesões permanentes do cérebro e demais órgãos do sistema nervoso central.

Khehra & Jones (1999) estudaram a patogenicidade do PVA no trato reprodutivo, porém não obtiveram sucesso no isolamento do agente no oviduto, mesmo após a sua injeção intravenosa.

No entanto, anormalidades reprodutivas como peritonite, degeneração de ovário e prolapso de oviduto são observações freqüentes em casos de campo.
Em aves de postura, a produção pode sofrer queda acima de 20%, com ou sem alterações na qualidade da casca.

Cabeça InchadaopistotonoCoração

Além disto, a eclodibilidade e a mortalidade de embriões também podem ser afetadas.
As condições ambientais desfavoráveis podem exacerbar a intensidade das lesões.

Aerossaculite, pericardite, pneumonia e perihepatite em grau variável são decorrentes da ação de uma gama de agentes secundários ao PVA.

Relatos de Al-Ankari et al (2001) e de outros autores demonstram o sinergismo decorrente da associação do PVA e Escherichia coli.

Veja na tabela 2 os resultados da reprodução experimental da enfermidade em aves SPF, utilizando-se como agentes de desafio o PVA e E.coli, inoculados isoladamente e em associação, através das vias nasal e ocular.

resultados da reprodução experimental

    Diagnóstico


Diversos fatores externos e doenças intercorrentes dificultam o diagnóstico da enfermidade. O vírus pode ser isolado da traquéia, pulmões e vísceras de perus infectados, porém a suspeita clínica nem sempre pode ser confirmada em laboratório devido ao relativo insucesso nas tentativas de identificação do agente.

Cook et al (2001) avaliaram diferentes amostras e métodos de detecção do PVA, correlacionando-os com as respectivas idades de coleta, e sugerem que o momento ótimo para detecção do agente seria 4 dias após a infecção.

Gráfico 1

Comparando suabes nasais, bucais e faríngeos, os dois últimos forneceram os melhores resultados de isolamento viral. Ainda de acordo com o estudo, o método PCR se mostrou mais sensível que o isolamento viral, principalmente sete dias após o desafio. As tentativas de detecção no 11o e 14o dias de idade não obtiveram resultados consistentes.

Gráfico 2

A sorologia pode ser uma ferramenta auxiliar no diagnóstico do PVA. Entre 5 e 7 dias após a infecção de campo, a imunidade humoral já é detectável por testes de ELISA, Soroneutralização e Imunofluorescência Indireta.
Em aves vacinadas, os anticorpos são observados ao redor de 21dias após a vacinação. Coletas pareadas de soro, realizadas no início dos sinais clínicos e cerca de 3 semanas após, nos auxiliam a identificar a presença de desafio.
    Prevenção e Controle


No ambiente, o PVA é facilmente destruído por solventes lipídicos e não resiste a altas temperaturas. É sensível ao pH menor que 3,0 e maior que 9,0 (Collins, et al, 1986). Amônia quaternária, iodo, etanol, derivados de fenóis e hipoclorito de sódio, entre outros produtos, são bastante efetivos contra o agente.

Apesar disso, além da desinfecção rigorosa dos ambientes de criação, outras medidas de biossegurança são fundamentais para o controle do PVA, pois apesar de causar a doença apenas em aves industriais, o vírus também pode ser isolado de aves aquáticas e até roedores.

Não existe tratamento específico. Durante o curso da doença, o uso de quimioterápicos pode auxiliar no combate às infecções secundárias, porém um lote de aves acometido pela enfermidade vai estar sujeito à manifestações clínicas mais ou menos severas, de acordo com as condições ambientais e a presença de outros fatores predisponentes.

Desta maneira, medidas de manejo e ambiência como melhora na ventilação, controle de temperatura, uso de densidade adequada, boa qualidade de cama e higiene geral reduzem as conseqüências da infecção.

Os programas de vacinação são um importante reforço para as estratégias de controle da Pneumovirose. Nos últimos anos, diversas vacinas foram introduzidas no mercado mundial e, devido aos ótimos resultados obtidos, foram incorporadas às práticas de rotina das granjas.

APRESENTANDO O POULVAC TRT
    Segurança

Poulvac TRT apresenta baixa reação em perus, galinhas e frangos de corte.

Em estudos de inocuidade realizados pelo Laboratório Central de Veterinária (CVL Quality Assurancy Unit – Addlestone, Surrey) na Europa, a utilização de Poulvac TRT por via ocular ou spray, em dosagem 10 vezes maior do que a mínima recomendada, não provocou reação adversa em perus e aves SPF.

Poulvac TRT é atualmente a única vacina aprovada na Europa para uso no primeiro dia de idade, garantindo assim, uma imunização precoce e maior praticidade na aplicação. Devido à sua baixa virulência, as reações respiratórias pós-vacinais são mínimas, o que permite sua utilização por pulverização no incubatório, fazendo-se uso de tamanho de gotas entre 120 e 150m.

A reversão de virulência também foi avaliada após 6 e 10 passagens reversas em perus e aves SPF, não tendo sido evidenciado qualquer incremento nos sinais clínicos, lesões ou reações adversas.


     Imunogenicidade e Eficácia

Dois subtipos de PVA (A e B) foram identificados dentro de um mesmo sorogrupo (Juhasz, K e Easton, A.J., 1994). Recentemente, nos Estados Unidos, um pneumovírus com características distintas foi apontado como pertencente ao subtipo C (Seal, B, 2000). Pouco tempo depois, na França, um novo isolado de PVA foi descrito como diferente dos três subtipos anteriores (Toquin et al, 2000).

Os subtipos virais envolvidos na infecção apresentam marcadas diferenças de comportamento biológico no hospedeiro, e estão relacionados com o grau de severidade dos quadros clínicos.

Van Zande et al (1999) demonstrou que o subtipo A foi capaz de invadir as partes inferiores do trato respiratório, enquanto o subtipo B não pôde ser detectado nos pulmões (tabela 01). Além disso, o subtipo A infectou duas vezes mais células epiteliais em todos os níveis do trato respiratório superior do que o subtipo B.

As vacinas vivas atenuadas estimulam o sistema imune local e sistêmico. Patnayak et al (2002), demonstrou que em suabes nasais de aves imunizadas com vacinas vivas e desafiadas com PVA, o vírus não foi recuperado, enquanto que o grupo controle apresentou 100% de positividade em RT-PCR.

Positivas em Células epiteliais

 

No Brasil, até o momento, somente foram descritos isolamentos de vírus pertencentes ao subtipo A.

Apesar da existência de proteção cruzada entre subtipos A e B (Cook, J. K. A. et al, 1995), vacinas do mesmo subtipo são mais eficazes frente ao desafio homólogo.

Em estudos de campo realizados no Reino Unido, onde também predomina o desafio com amostras do subtipo A, mais de 1,5 milhões de perus e 4,5 milhões de frangos de corte vacinados com Poulvac TRT apresentaram melhor soroconversão (ELISA), menores índices de mortalidade e melhor performance em relação a outros programas, resultados evidenciados através do EPEF – Fator de Eficiência Europeu).


Eficácia de Poulvac TRT frente ao desafio com PVA do subtipo A isolado na Inglaterra na dose de 10 3.5.

Veja a seguir outros resultados de testes de desafio realizados com amostras do subtipo B,com procedências e títulos diferentes. Poulvac TRT demonstrou excelente proteção cruzada.


Desafio com PVA do subtipo B isolado na França, na dose de 10 3.5.


Desafio com PVA do subtipo B isolado na Holanda, na dose de 10 3,7

Cook et al (2001), utilizando vacinas produzidas a partir do subtipo B, conduziu diversos ensaios visando avaliar a eficácia da vacinação contra Pneumovirose isolada ou associada à vacinação contra a Bronquite Infecciosa (BI).

Apesar da vacina associada conferir proteção contra os sinais clínicos após o desafio, os resultados mostraram uma clara interferência do vírus BI sobre a vacina contra o PVA subtipo B, evidenciada por soroconversão e reisolamento do agente. Dessa maneira, o intervalo de 14 dias entre as vacinas é recomendável. No sentido inverso, não foi verificada interferência do PVA sobre a vacina de BI.

Por outrol lado, em experimentos recentes realizados na Europa a vacinação com Poulvac TRT concomitante com Bronquite H-120 e Newcastle apresentou resultados de proteção e soroconversão semelhantes à vacinação isolada contra o Pneumovírus (Davellar, F.G. et al, 1996) indicando uma provável menor interferência dos agentes respiratórios com o subtipo A.

    Calendários e Vías de Administração


Poulvac TRT pode ser administrada no incubatório, por spray.

Outros autores demonstram que além de não ser suficiente para bloquear a infecção de campo, a imunidade materna também não interfere com a proteção conferida pela vacinação (Gráficos 05 e 06).
A imunidade celular parece ser o principal meio de resistência à infecção, já que mesmo aves bursectomizadas são resistentes ao desafio (Jones et al, 1992).


Aves provenientes de reprodutoras vacinadas. Desafio realizado aos 21 dias.


Vacinação de progênies com anticorpos maternos. Desafio realizado aos 21 dias.

Estudos complementares demonstraram resposta satisfatória à vacinação oral, estabelecendo excelente proteção local e sistêmica uma semana após sua plicação. Poulvac TRT ,portanto, também está indicada para vacinação no campo através da água de bebida.
    Duração e Imunidade

Veja na série de gráficos a seguir os resultados obtidos em um experimento onde aves vacinadas com apenas uma dose no primeiro dia foram protegidas contra desafios realizados na terceira, oitava e até a 14o semana de idade


Escore clínico de aves vacinadas Poulvac TRT e desafiadas as 3, 8 e 14 semanas.

    Informações Técnicas

Poulvac TRT é uma vacina viva liofilizada contra a Síndrome da Cabeça Inchada das Galinhas (SHS) e a Rinotraqueíte Infecciosa dos Perus.
Produzida em cultivos de células de linhagem.


Contém a amostra K do Pneumovírus Aviário (subtipo A), originalmente isolado de seios nasais de perus na Inglaterra.
Título mínimo: 103,2 TCID50% / dose
Indicada para vacinação de frangos de corte, galinhas e perus através da via ocular, água de bebida ou spray.

Programa Básico de Vacinação:

Calendário Frangos de Corte e PerusReprodutoras
PesadasPoedeiras
Comerciais1a dose1 dia (spray)6-8 sem*3–4 sem*2a dose**12-14 sem*7 – 9 sem*3a dose-18-20 sem*12-14 sem*Reforço-35-40 sem*35-40 sem** ocular/ oral/ spray
** Opcional: para abate de perus em idade tardia.

Apresentação: Caixas com 10 frascos de 1000 doses.

Prazo de Validade: 20 meses a partir da data da fabricação.
Conservar em refrigerador de 2o C a 8o C.



**Ocular/Oral/Spray ** Para o abate de Perus com idade tardia

    Referências Bibliográficas


AL-ANKARI, A., BRADJBURY, J. M., NAYLOR, C. J., WORTHINGTON, K. J., PAYNE-JOHNSON, C. e JONES, R. C. Avian Pathology (2001) 30, 257-267

ARNS, C. W. and HAFEZ, H. M. 1995. Isolation and identification of APV from broiler breeder flocks in Brazil. Processings of the 44th Western Poultry Disease Conference: Sacramento, CA, 124-125

ARNS, C., COSWIG, L.T. and MONTEIRO, M.C.G.B. Pneumovirose Aviária. In: Berchieri Jr., A.; Macari, M. Doenças das aves, Campinas: FACTA, 2000. Capítulo 5.11, p. 359-365.

COLLINS, M. S., GOUGH, R. E., LISTER, S. A., CHETTLE, N. and EDDY, R. 1986. Further characterization of a virus associated with turkey rhinotracheitis. Veterinary Record, 119;606.

COOK, J. K. A.; HUGGINS, M. B.; ORBELL, S. J.; MAWDITT, K. and CAVANAGH, D. Infectious bronchitis virus vaccine interferes with the replication of avian pneumovirus vaccine in domestic fowl. Avian Pathology (2001) 30, 233-242.

COOK, J. K., A., HUGGINS, M. B., WOOD, M. A., ORBELL, S. J. and MOCKETT, A. P. A.1995. Protection provided by a commercially available vaccine against different strains of turkey rhinotracheitis virus. Veterinary Record 136:392-393.

GOUGH, R.E., Avian Pneumoviruses. Chapter 2: NewCastle disease and other Avian Pneumoviruses. In Calnek BW, Barnes HJ, Beard CW, editors Diseases Of Poultry 11th edition ed. Ames, Iowa University Press; 2003 , chapter 16, 567-613.

JONES, R. C., NAYLOR, A. J., AL-AFELAQ, A. and WORTHINGTON, K.J. 1992. Efeito da imunossupressão induzida por cyclophophamide na imunidade de perus contra traqueíte viral. Res Vet Sci 53:38-41.

JUHASZ, K and EASTON, A. J. 1994. Extensive sequence variation in the attachment (G) protein gene of avian pneumovirus: Evidence of two distinct subtypes. Journal of General Virology 75: 2873-2880

KHEHRA, R. S. and JONES, R. C. In vitro and in vivo studies on the pathogenicity of avian pneumovirus for the chicken oviduct. Avian Pathology (1999) 28, 257-262.

NAYLOR, C. J., WORTHINGTON, K. J. and JONES, R. C. Failure of maternal antibodies to protect young turkey poults against challenge with turkey rhinotracheitis virus. Avian Diseases (1997) 41(4), 968-971

PATNAYAK, D. P., SHEIKH, M., GULATI, B.V. and GOYAL, S. M. Experimental and field evaluation of a live vaccine against avian pneumovirus. Avian Pathology (2002) 31, 377-382

TOQUIN, D.M., BAYON-AUYBOYER, M.H., SENNE, D. A.and ETERRADOSSI, N., 2000. Falta de relação antigênica entre os virus de Rinotraqueíte dos perus non-A/non-B isolados dos Estados Unidos e França. Avian Diseases 44: 977-982.

VAN DE ZANDE, S., NAUWYNCK, H., JONGHE, S. and PENSAERT, M. Comparative pathogenesis of a subtype A with a subtype B avian pneumovirus in turkeys. Avian Pathology (1999) 28, 239-244.

WORTHINGTON, K. J., SARGENT, B. A., DAVELAAR, F. G. and JONES, R. C. 2000. Immunity to TRT in turkeys following in ovo vaccination. In H. M. Hafez (ed.). 3rd International symposium on turkey diseases. German Veterinary Medical Society. June 14-17, Berlin. 249-255.

ZANDE, S; NAUWYNCH, H.; JONGHE, S. and PENSAERT, M. Comparative pathogenesis of a subtype A with a subtype B avian pneumovirus in turkeys. Avian Pathology (1999) 28, 239-244.